El presente estudio se realizó en el Lago de Apanás, ubicado en el departamento de Jinotega, tomando como referencia la entrada, centro y salida del lago, como se muestra en la Tabla 1 y Figura 1.

Tabla 1. Coordenadas geográficas de los puntos de muestreos del Lago de Apanás, Jinotega-Nicaragua

Tabla 1 Tabla 1 Coordenadas geográficas de los puntos de muestreos del Lago de Apanás JinotegaNicaragua

Puntos	Localidad	Latitud	Longitud
P1	Pista	13°9’1.01’’N	86°1’11.33’’O
P2	Malecón	13°9’3.60’’N	85°59’7.92’’O
P3	Canal	13°11’26.53’’N	85°58’56.92’’O

Fuente: elaboración propia

Figura 1. Ubicación de puntos de muestreo

Figura 1 Figura 1 Ubicación de puntos de muestreo

Fuente: Google Maps (https://www.google.es/maps/@13.173091,85.9822266,8366m/data=!3m1!1e3?hl=es)

Se midieron los parámetros físicos-químicos Oxígeno Disuelto (OD), ver Figura 3; pH (Figura 2), temperatura (Figura 4) y turbidez (Figura 5). El oxígeno disuelto y los grados de temperatura se midieron a 30 centímetros de profundidad con un Oxigenómetro marca YSI 550A. El pH se midió con un pH-metro marca pH EcoTestr, sumergiéndose el electrodo a 4 cm bajo la superficie del agua para la lectura correspondiente. Por otra parte, la lectura de la turbidez se obtuvo a través del disco de secchi, que consistió en hacer descender el disco en la columna de agua hasta que este no fuese visible.

Para obtener las muestras de agua se utilizó una herramienta artesanal que consistía en un tubo PVC de 1.5 metros de altura por 2 pulgadas de ancho, en la parte inferior del tubo se colocó una esfera que permitía un cierre hermético del colector, impidiendo el escape del agua, facilitando el proceso de toma de muestras; una vez recolectada la muestra de agua, fue homogenizada y posteriormente se transfirieron 5 muestras de cada punto de muestreo a frascos de 100 ml cada uno, mismos que fueron fijados con 0.5ml de lugol por cada 100 ml de agua, luego se cubrió con el objetivo de aislarlo de los rayos solares y en un termo se conservó la muestra para su posterior cuantificación e identificación en el Laboratorio Multiusos de la Escuela de Ciencias Agrarias y Veterinarias de la UNAN-León.

Se utilizó un microscopio compuesto y dos cámaras de conteo (Sedgwick-Rafter y Hematocitómetro) para la identificación y cuantificación celular. La identificación se realizó con el apoyo de manuales, páginas web y catálogos ficológicos de referencia. Ver Figura 6.

3.4 Cámara Neubauer o hematocitómetro

Con la utilización de una pipeta Pasteur de muestra de agua, se colocó 0.9 mm3 de muestra, en el hematocitómetro cubierta con un cubre objeto. Se colocó la muestra al microscopio y se enfocó toda la cámara con el lente 4X, una vez ubicada se pasó al lente 10X para la localización de los cuadrantes, luego con el lente 40X se ubicó un cuadro para comenzar el conteo, este se realizó desde la parte superior izquierda llevando así una trayectoria en forma de S, se realizaron 5 repeticiones por muestra.

Con el uso de una pipeta Pasteur se colocó 1ml de muestra de agua en la cámara distribuyéndola uniformemente para que no se produzca burbujas y así disminuir el margen de error. Mediante el microscopio se enfocó la muestra de agua con el lente 10X, iniciando en la esquina superior izquierda, procediendo a hacer un rastreo completo de la cámara, en donde se realizó la identificación y cuantificación de las microalgas presentes, al igual que con la cámara de Neubauer se realizaron 5 repeticiones por muestra.

Se aplicaron las fórmulas en una tabla de Excel para generar los índices correspondientes: Índice de diversidad Shannon Wiener y Dominancia Índice de Simpson.

La información se manejó en una bitácora donde se llevaron los datos requeridos de la investigación. Una vez recopilados se pasaron al formato digital para realizar el cálculo del índice de diversidad de Shannon Wiener (Figura 7) y dominancia del índice de Simpson (Figura 8), así también las gráficas de los factores físicos y químicos, como las concentraciones de microalgas. Se utilizaron los índices de Shannon Wiener para determinar la diversidad de las especies encontradas y el índice de Simpson para determinar la dominancia de las microalgas.

Figura 2. Valores de pH en cada punto de muestreo junio-noviembre 2019 en el Lago de Apanás Jinotega.

Figura 2 Figura 2 Valores de pH en cada punto de muestreo junionoviembre 2019 en el Lago de Apanás Jinotega

Fuente: elaboración propia

Figura 3. Valores de Oxígeno disuelto en cada punto de muestreo junio-noviembre 2019 en el Lago de Apanás, Jinotega.

Figura 3 Figura 3 Valores de Oxígeno disuelto en cada punto de muestreo junionoviembre 2019 en el Lago de Apanás Jinotega

Fuente: elaboración propia

Figura 4. Valores de temperatura en cada punto de muestreo junio-noviembre 2019 en el Lago de Apanás, Jinotega

Figura 4 Figura 4 Valores de temperatura en cada punto de muestreo junionoviembre 2019 en el Lago de Apanás Jinotega

Fuente: Elaboración propia

4.4. Turbidez

Figura 5. Valores de turbidez en cada punto de muestreo junio-noviembre 2019 en el Lago de Apanás, Jinotega

Figura 5 Figura 5 Valores de turbidez en cada punto de muestreo junionoviembre 2019 en el Lago de Apanás Jinotega

Fuente: elaboración propia

Figura 6. Concentración de microalgas en cada punto de muestreo junio-noviembre 2019 en el Lago de Apanás, Jinotega

Figura 6 Figura 6 Concentración de microalgas en cada punto de muestreo junionoviembre 2019 en el Lago de Apanás Jinotega

Fuente: elaboración propia

A continuación (Ver Tabla 2), se nombran las principales especies de microalgas encontradas durante el período de estudio.

Tabla 2. Especies de microalgas encontradas

Tabla 2 Tabla 2 Especies de microalgas encontradas

Clase	Género	Especie
Clorofita	Tetraedon	Tetraedon mínimum
Clorofita	Pediastrum	Pediastrum simplex
Clorofita	Desmodesmus	Desmodesmus abundans
Clorofita	Scenedesmus	Scenedesmus quadricuada

Fuente: Obtenido de https://www.algaebase.org

Figura 7. Resultados del Índice de diversidad de Shannon–Wiener

Figura 7 Figura 7 Resultados del Índice de diversidad de Shannon–Wiener

Fuente: Fuente: elaboración propia

Figura 8. Resultados del Índice de dominancia de Simpson

Figura 8 Figura 8 Resultados del Índice de dominancia de Simpson

Fuente: elaboración propia

Las concentraciones de oxígeno disuelto presentaron una tendencia creciente en los meses de agosto, octubre y noviembre, teniendo un mayor registro en octubre (La Pista 8.42 mg/L, El Malecón 8.8 mg/L y El Canal 9.02 mg/L); sin embargo, tuvo un comportamiento decreciente en los meses de junio, julio y septiembre, con una lectura mínima en junio (La Pista 1.2 mg/L, El Malecón 1.45 mg/L, El Canal 1.11 mg/L).

El oxígeno es uno de los indicadores más importantes de la calidad de agua, los valores normales varían entre los 7.0 y 8.0 mg/L. Desde este contexto, los niveles bajos de oxígeno disuelto presentes en junio, julio y septiembre en el Lago de Apanás no fueron óptimos. Este comportamiento podría estar propiciado por la sedimentación ya que esta reduce la transmisibilidad de la luz, reduciendo así el efecto de la fotosíntesis, y la respiración bacteriana consume oxígeno todo el tiempo, provocando así una baja significativa en el oxígeno disuelto del cuerpo de agua (Bifani, 1999).

Los valores de temperatura encontrados fluctuaron de 22 °C hasta 26.9 °C. Se estima que el rango apropiado para el desarrollo de las microalgas se encuentra entre 28 °C y 35 °C (Guerrón, 2015). Los principales factores que influyen en el crecimiento de las microalgas son la temperatura y la luz.

Cuando se presentan bajas temperaturas y en condiciones de poca luz, las microalgas no realizan correctamente la fotosíntesis y por tanto no se reproducen (Abalde et al.,1995), desde este contexto, las menores concentraciones de microalgas fueron en julio (El Malecón 93,500 cel/ml), agosto (El Malecón 86,220 cel/ml) y octubre (El Malecón 78,220 cel/ml) (ver Figura 6), cabe señalar que la temperatura en los puntos mencionados es inferior dentro del rango apropiado.

Barrantes y Pittman (2018) indican que el pH óptimo para la mayoría de las microalgas es 7 y 9. De esta manera los valores encontrados de pH están dentro de los rangos de 8.4-9, el valor máximo se presentó en noviembre, en La Pista con un registro de 9.42. Este comportamiento se debe a la disminución de temperatura durante ese mes (La Pista 22 °C) aumentando el pH, generalmente el agua de la superficie se encuentra a una temperatura mayor que el agua del fondo, sin embargo, cuando el clima cambia y entra el invierno el agua que está en la superficie se enfría (Pérez, 2009).

Con el aumento de las lluvias, el pH tiende a subir dado que ocurre mayor dilución de los compuestos disueltos y un escurrimiento más rápido. Esto es causado por el aumento en el volumen de agua que hace que la acidez de esta disminuya, de igual manera las lluvias previas a los muestreos, causaban alteración en los iones de hidrógeno presentes en las aguas, dando como resultado un aumento del parámetro (Rojas et al., 2019). Además, el proceso de fotosíntesis realizado por las microalgas a través del cual se captura dióxido de carbono genera un incremento en el pH, debido a que durante este proceso disminuyen también los iones hidrogeno (Rojas et al., 2019).

En el caso de la turbidez, es una medida del grado en el cual pierde su transparencia el cuerpo de agua, debido a la presencia de partículas en suspensión o productividad natural (Claros, 2015). Los valores de turbidez encontrados fluctuaron desde 27 cm hasta 120 cm de lectura de disco de Secchi, los valores máximos de este parámetro se registraron en septiembre en El Canal con una lectura de 27 cm, agosto y noviembre presentaron valores similares en el mismo punto, con 35 cm.

Este comportamiento se debe a la producción de granos básicos (maíz, sorgo, millón y frijol), el cultivo de hortalizas (lechuga), por otra parte, el cultivo del café es intenso, especialmente al noroeste del lago, lo que repercute en altas tasas de vertido de residuos agroquímicos altos en nitrógeno y fósforo. Este proceso provocado por la gran cantidad de nutrientes (nitratos y fosfatos principalmente), estimula el crecimiento de fitoplancton, de esta manera se corrobora lo que se observa en la Figura 6 donde las mayores concentraciones de microalgas fueron en agosto (El Canal, 512,500 cel/ml), septiembre (El Canal, 567,500 cel/ml) y noviembre (El Canal, 522,500 cel/ml) (García y Miranda, 2018).

La diversidad y abundancia de microalgas desempeñan un papel importante en los ecosistemas acuáticos, tomando en cuenta que, este es el primer eslabón de la cadena trófica, en el estudio el índice de diversidad y abundancia de Shannon y Weaver se encontró de 3.98, 4.6 y 4.79. Según Shannon & Weaver (1963) el índice varía entre 0,5 y 5, indicando que los valores inferiores de 2 son característicos de sistemas con baja abundancia, y superiores a 3 indican una alta abundancia y diversidad de especies. Tomando en cuenta lo descrito anteriormente, se puede decir que los estudios fitoplanctónicos realizados en el área indican un ecosistema con presencia de abundante diversidad de microalgas.

Durante el estudio se calculó el Índice de Dominancia de Simpson, se encontró valores de 0.056, 0.078 y 0.079 estos datos nos corroboran lo indicado por el índice de Shannon y Weaver ya que no se presenta una dominancia de especie sino una diversidad de la misma.

Simpson (1949) afirma que cuanto más cerca de la unidad esté, mayor es la probabilidad de dominancia de una sola especie, y cuanto más cerca del cero se encuentre se presenta menor dominancia, tal como lo describen los resultados. De esta manera se reafirma lo que se observa en la Tabla 2, en donde se refleja que no se presentó dominancia de ninguna especie en específico, por el contrario, se presentó una alta diversidad fitoplanctónica.